今天若米知识就给我们广大朋友来聊聊细胞点转方法,以下关于观点希望能帮助到您找到想要的答案。
转染的分类
最佳答案包括：
1.DEAE-葡聚糖法
DEAE-葡聚糖是最早应用哺乳动物细胞转染试剂之一，DEAE-葡聚糖是阳离子多聚物，它与带负电的核酸结合后接近细胞膜而被摄取，用DEAE-葡聚糖转染成功地应用于瞬时表达的研究，但用于稳定转染却不是十分可靠。
2.磷酸钙法
磷酸钙法是磷酸钙共沉淀转染法，因为试剂易取得，价格便宜而被广泛用于瞬时转染和稳定转染的研究，先将DNA和氯化钙混合，然后加入到PBS中慢慢形成DNA磷酸钙沉淀，最后把含有沉淀的混悬液加到培养的细胞上，通过细胞胞膜的内吞作用摄入DNA。磷酸钙似乎还通过抑制血清中和细胞内的核酸酶活性而保护外源DNA免受降解.
3.人工脂质体法。
人工脂质体法采用阳离子脂质体，具有较高的转染效率，不但可以转染其他化学方法不易转染的细胞系，而且还能转染从寡核苷酸到人工酵母染色体不同长度的DNA，以及RNA,和蛋白质。此外，脂质体体外转染同时适用于瞬时表达和稳定表达，与以往不同的是脂质体还可以介导DNA和RNA转入动物和人的体内用于基因治疗。LipoFiterTM脂质体转染试剂(LipoFiterLiposomalTransfectionReagent)是一种适合于把质粒或其它形式的核酸,以及核酸蛋白复合物转染到培养的真核细胞中的高效阳离子脂质体转染试剂。它可以和带负电荷的核酸结合后形成复合物，当复合物接近细胞膜时被内吞成为内体进入细胞质，随后DNA复合物被释放进入细胞核内，至于DNA是如何穿过核膜的，其机理目前还不十分清楚。 外源基因进入细胞主要有四种方法：电击法、磷酸钙法、脂质体介导法和病毒介导法。电击法是在细胞上短时间暂时性的穿孔让外源质粒进入；磷酸钙法和脂质体法是利用不同的载体物质携带质粒通过直接穿膜或者膜融合的方法使得外源基因进入细胞；病毒法是利用包装了外源基因的病毒感染细胞的方法使得其进入细胞。但是由于电击法和磷酸钙法的实验条件控制较严、难度较大；病毒法的前期准备较复杂、而且可能对于细胞有较大影响；所以现在对于很多普通细胞系，一般的瞬时转染方法多采用脂质体法。
利用脂质体转染法最重要的就是防止其毒性，因此脂质体与质粒的比例，细胞密度以及转染的时间长短和培养基中血清的含量都是影响转染效率的重要问题，通过实验摸索的合适转染条件对于效率的提高有巨大的作用。 （1）材料
293T细胞、MyoD表达质粒和EGFP表达质粒、DMEM培养基、链霉素/青霉素（双抗）、FCS（小牛血清）、PBS（磷酸盐缓冲溶液）、胰酶/EDTA消化液、转染试剂（TransFast）
（2）器材
20ul/200ul/1ml微量移液器和Tip头酒精灯、废液缸、血球计数板、涡旋振荡器、恒温水浴箱、台式离心机、35mm培养皿、转染管、15ml离心管、观察用倒置显微镜荧光显微镜和CCD 细胞传代
(1)试验准备：200ul/1mlTip头各一盒（物品均需高压灭菌），酒精棉球，废液缸，试管架，微量移液器，记号笔，培养皿，离心管。
(2)弃掉培养皿中的培养基，用1ml的PBS溶液洗涤两次。
(3)用Tip头加入1mlTrypsin液，消化1分钟（37。C，5%CO2)。用手轻拍培养瓶壁，观察到细胞完全从壁上脱落下来为止。
(4)加入1ml的含血清培养基终止反应。
(5)用Tip头多次吹吸，使细胞完全分散开。
(6)将培养液装入离心管中，1000rpm离心5min。
(7)用培养液重悬细胞，细胞计数后选择0.8X106个细胞加入一个35mm培养皿。
(8)将合适体积完全培养液加入离心管中，混匀细胞后轻轻加入培养皿中，使其均匀分布。
(9)将培养皿转入CO2培养箱中培养，第二天转染。
细胞转染
1）转染试剂的准备
A.将400ul去核酸酶水加入管中，震荡10秒钟，溶解脂状物。
B.震荡后将试剂放在－20摄氏度保存，使用前还需震荡。
2）选择合适的混合比例（1：1－1：2/脂质体体积：DNA质量）来转染细胞。在一个转染管中加入合适体积的无血清培养基。加入合适质量的MyoD或者EGFP的DNA，震荡后在加入合适体积的转染试剂，再次震荡。
5）将混合液在室温放置10—15分钟。
6)吸去培养板中的培养基，用PBS或者无血清培养基清洗一次。
7）加入混合液，将细胞放回培养箱中培养一个小时。
8）到时后，根据细胞种类决定是否移除混合液，之后加入完全培养基继续培养24－48小时。
第二次细胞传代
1） 在转染后24小时，观察实验结果并记录绿色荧光蛋白表达情况。
2） 再次进行细胞传代，按照免疫染色合适的密度0.8X105个细胞/35mm培养皿将细胞重新放入培养皿中。
3） 在正常条件下培养24小时后按照染色要求条件固定。
用那种方法可以提高RAW 264.7细胞转染效率？
最佳答案在6孔板中用Zeta Life Advanced DNA RNA转染试剂高效率转染RAW 264.7细胞方法总结。
实验方案如下：
一、质粒DNA准备
1、质粒DNA浓度700ng/ul（注意：①溶解于无菌双蒸水或超纯水；②无内毒素），
二、操作流程
1、先将细胞接种到6孔板细胞培养板，细胞汇合度在70%左右，再进行转染。
2、复合物制备：将质粒DNA与Zeta Life Advanced DNA RNA AD600150转染试剂按照1:1（12ug:12ul）关系直接混合，用移液器吹吸10-15次混匀，室温静止10-15分钟。
3、将复合物加入完全培养基的细胞培养板，并轻轻混匀，放入培养箱中继续培养（不建议把复合物加入到无血清的培养基里面，后期会进一步摸索此条件）。
4、转染24小时后对细胞进行正常换液。
5、质粒DNA转染48小时后荧光检测转染效率
下图是转染raw 264.7细胞的荧光和明场图片
三、RAW 264.7细胞简述：
RAW 264.7小鼠单核巨噬细胞白血病细胞. 此细胞株源自雄性Abelson鼠科白血病病毒诱导的肿瘤。 sIg-, Ia-抗原、Thy-1.2表面抗原阴性。此细胞株不分泌可检测到的病毒颗粒，XC斑点形成试验阴性。 可以胞饮中性红并吞噬乳胶颗粒与酵母聚糖。 可以抗体依赖性地分解绵羊红血球与肿瘤靶细胞。
哺乳动物质粒载体怎么入核
最佳答案哺乳动物细胞中的质粒载体入核主要通过转染的方式进行。
转染是将外源DNA导入到细胞内的一种常见方法。对于哺乳动物细胞来说，常用的转染方法有以下几种：
1. 离体转染法：将质粒载体和转染试剂（例如聚乙烯醇（PEI）、脂质体等）混合，形成复合体后直接加入细胞培养基中，让细胞摄取。转染试剂能够帮助质粒载体进入细胞内。
2. 电穿孔法：通过电击细胞的方式，使得细胞质膜产生短暂的孔，使质粒载体能够进入细胞内。这种方法适用于一些难以转染的细胞类型。
3. 病毒介导转染法：使用适当的病毒载体将质粒载体导入细胞中。病毒具有高效的基因传递能力，常用的载体包括腺相关病毒（Adenovirus）和逆转录病毒（Retrovirus）等。
需要注意的是，质粒载体入核后并不代表转基因表达成功，还需要具备一定的转录和翻译条件，如启动子、终止子等。此外，进入细胞的质粒载体还需要能够在核内进行复制和稳定传递。
是一般用于哺乳动物细胞的质粒载体入核方法，实际的具体操作根据实验设计和细胞类型可能会有所变化。
BV2细胞用什么方法做转染
最佳答案BV2细胞用什么方法做转染
悬浮细胞的转染方法：（以下内容转自生物帮资讯）
DXY721认为：
悬浮细胞和贴壁细胞在转染过程中差别不大，主要差别在于转染后的筛选，当然如果你做的是瞬时转染就不存在筛选的问题了。
其实转染的过程很简单，问题是能不能转的进去的，转染率能有多少，转进去是否可以稳定表达目的蛋白等等。
我们也是用脂质体做悬浮细胞的转染，说明书上都有具体的操作过程，将脂质体和目的基因按比例混合，然后加到细胞悬液里就OK了，说的简单，实际上还是有一些细节要注意的，比如脂质体和目的基因混合的比例，转染的细胞数，细胞的代数，细胞的状态，有的还要求在转染的前一天传代一次，不过不要怕，这些在脂质体说明书上都有明确的说明，按照说明书做就可以了。
jinghuanlv认为：
悬浮细胞和贴壁细胞转染还是有很大不同的。
脂质体转染的原理基于电荷吸引原理，先形成脂质体-DNA复合物，散布在细胞周围，然后通过细胞的内吞作用，将目的基因导入细胞内，而脂质体复合物与贴壁细胞的接触机会比悬浮细胞高出很多倍，所以，脂质体转染时悬浮细胞的转染效率要明显低于贴壁细胞。
我们实验室转染悬浮细胞是用的电穿孔法，目前为止，悬浮细胞转染的最好方法还是电转，我们实验室用的电转仪是Bio-Rad的，使用条件是电压250V，电容975uF，效果不错，不妨一用。
几种细胞转染技术原理和特点分析
最佳答案转染方法的选择对实验结果影响很大,不少转染方法都需对细胞数量,DNA与转染试剂比例,培养及检测时间进行优化.传统的转染技术,如DEAE右旋糖苷法,磷酸钙法,电穿孔法,脂质体法各有利弊,其主要原理及应用特点见下表：转染方法原理应用特点磷酸钙法磷酸钙DNA复合物吸附细胞膜被细胞内吞稳定转染\x0d瞬时性转染不适用于原代细胞\x0d操作简便但重复性差\x0d有些细胞不适用DEAE-右旋糖苷法带正电的DEAE-右旋糖苷与核酸带负电的磷酸骨架相互作用形成的复合物被细胞内吞瞬时性转染相对简便、结果可重复\x0d但对细胞有一定的毒副作用\x0d转染时需除血清电穿孔法高脉冲电压破坏细胞膜电位,DNA通过膜上形成的小孔导入稳定转染瞬时性转染所有细胞适用性广但细胞致死率高,DNA和细胞用量大,需根据不同细胞类型优化电穿孔实验条件病毒介导法通过侵染宿主细胞将外源基因整合到染色体中稳定转染可用于难转染的细胞、原代细胞,体内细胞等逆转录病毒 特定宿主细胞但携带基因不能太大细胞需处分裂期\x0d需考虑安全因素腺病毒通过侵染宿主细胞将外源基因整合到染色体中瞬时转染\x0d特定宿主细胞可用于难转染的细胞\x0d需考虑安全因素阳离子脂质体法带正电的脂质体与核酸带负电的磷酸基团形成复合物被细胞内吞稳定转染瞬时性转染所有细胞适用性广,转染效率高,重复性好,但转染时需除血清.转染效果随细胞类型变化大Biolistic颗粒传递法将DNA用显微重金属颗粒沉淀,再将包被好的颗粒用弹道装置投射入细胞,DNA在胞内逐步释放,表达瞬时性转染可用于：人的表皮细胞,纤维原细胞,淋巴细胞系以及原代细胞显微注射法用显微操作将DNA直接注入靶细胞核稳定转染\x0d瞬时性转染转染细胞数有限\x0d多用于工程改造或转基因动物的胚胎细胞 除上述传统方法外,近年来国际上推出了一些阳离子聚合物基因转染技术,以其适用宿主范围广,操作简便,对细胞毒性小,转染效率高受到研究者们的青睐.其中树枝状聚合物(Dendrimers)和聚乙烯亚胺(Polyethylenimine,PEI) 的转染性能最佳,但树枝状聚合物的结构不易于进一步改性,且其合成工艺复杂.聚乙烯亚胺是一种具有较高的阳离子电荷密度的有机大分子,每相隔二个碳个原子,即每“第三个原子都是质子化的氨基氮原子,使得聚合物网络在任何pH下都能充当有效的“质子海绵”(proton sponge)体.这种聚阳离子能将各种报告基因转入各种种属细胞,其效果好于脂质聚酰胺,经进一步的改性后,其转染性能好于树枝状聚合物,而且它的细胞毒性低.大量实验证明,PEI是非常有希望的基因治疗载体.目前在设计更复杂的基因载体时,PEI 经常做为核心组成成分.线型PEI(Line PEI,LPEI) 与其衍生物用作基因转染载体的研究比分枝状PEI(Branched PEI,BPEI) 要早一些,过去的研究认为在不考虑具体条件,LPEI/DNA 转染复合物的细胞毒性较低,有利于细胞定位,因此与BPEI相比应该转染效率高一些.但最近研究表明BPEI的分枝度高有利于形成小的转染复合物,从而提高转染效率,但同时细胞毒性也增大.超高分枝的、较柔性的PEI衍生物含有额外的仲胺基和叔胺基,在染实验中发现这种PEI的毒性低,但转染效率却较高.GenEscort 是采用各种分枝状和超高分枝状的小分子PEI 与各种含有生理条件下可降解键的交联剂交联,合成出的一系列高分枝的可降解的PEI衍生物.
人天天都会学到一点东西，往往所学到的是发现昨日学到的是错的。从上文的内容，我们可以清楚地了解到细胞点转方法。如需更深入了解，可以看看若米知识的其他内容。
